Powstawanie biofilmu na biomateriałach stosowanych w chirurgii przepuklin
DOI:
https://doi.org/10.12775/MBS.2014.023Słowa kluczowe
biofilm przepuklina, implant, głębokie zakażenie miejsca operowanegoAbstrakt
Głębokie zakażenie miejsca operowanego (GZMO) u pacjentów poddanych hernioplastyce z implantacją biomateriału jest powikłaniem przebiegającym z powstaniem biofilmu. Mimo że notowany jest wzrost częstości izolacji bakterii S. aureus i E. coli jako czynników etiologicznych GZMO, dotychczas ukazały się nieliczne prace, w których oceniano tworzenie biofilmu przez te drobnoustroje na powierzchni różnych biomateriałów. Celem pracy była ocena i porównanie tworzenia biofilmu na powierzchni biomateriałów stosowanych w chirurgii przepuklin przez izolaty kliniczne S. aureus i E. coli. Użyto po 70 szczepów S. aureus i E. coli, izolowanych od różnych pacjentów hospitalizowanych w 3 klinikach chirurgii, różniących się wzorem DNA chromosomalnego w obrębie gatunku. Ocenę tworzenia biofilmu na powierzchni monofilamentowej siatki polipropylenowej, multifila-mentowych siatek (polipropylenowej, poliestrowej i kompozytowej) oraz łacie z ekspandowanego politetrafluoroetylenu wykonano metodą jakościową, ilościową oraz z użyciem skaningowego mikroskopu elektronowego. Szczepy różniły się zdolnością do tworzenia biofilmu w obrębie gatunku. Szczepy S. aureus tworzyły biofilm silniej niż pałeczki E. coli. Badane izolaty tworzyły biofilm silniej na powierzchni implantów multifilamentowych niż na monofilamentowej siatce polipropylenowej. Tworzenie biofilmu przez izolaty kliniczne S. aureus i E. coli na powierzchni biomateriałów stosowanych chirurgii przepuklin różni się w zależności od szczepu i gatunku bakterii, struktury oraz hydrofobowości biomateriału.Bibliografia
Dietz UA, Spor L, Germer CT. Management of mesh-related infections. Chirurg 2011; 82; 208-217.
Tolino MJ, Tripoloni DE, Ratto R et al. Infections associated with prosthetic repairs of abdominal wall hernias: pathology, management and results. Hernia, 2009; 13: 631-637.
Ahmad S, Mufti TS, Zafar A et al. Conservative management of mesh site infection in ventral hernia repair. J Ayub Med Coll Abbottabad 2007; 19: 75-77.
Engelsman AF, van der Mei HC, Busscher HJ et al. Morphological aspects of surgical meshes as a risk factor for bacterial colonization. Br J Surg 2008; 95: 1051-1059.
Halaweish I, Harth K, Broome AM et al. Novel in vitro model for assessing susceptibility of synthetic hernia repair meshes to Staphylococcus aureus infection using green fluorescent protein-labeled bacteria and modern imaging techniques. Surg Infect (Larchmt) 2010; 11: 449-454.
Daghighi S, Sjollema J, Jaspers V et al. Persistence of a bioluminescent Staphylococcus aureus strain on and around degradable and non-degradable surgical meshes in a murine model. Acta Biomater 2012; 8:3991-3996.
Engelsman AF, van Dam GM, van der Mei HC et al. In vivo evaluation of bacterial infection involving morphologically different surgical meshes. Ann Surg 2010; 251: 133-137.
Parshikov VV, Chebotar IV, Khodak VA et al. In vitro studies of biofilms on the surface of synthetic macroporous endoprostheses for abdominal wall plasty. Sovrem Technol Med 2012; 1: 15-20.
Gallimore B, Gagnon RF, Subang R et al. Natural history of chronic Staphylococcus epidermidis foreign body infection in a mouse model. J Infect Dis 1991; 164: 1220-1223.
Różalska B, Sadowska B, Więckowska M et al. Wykrywanie biofilmu bakteryjnego na biomateriałach medycznych. Med Dosw Mikrobiol 1998; 50: 115-122.
Saygun O, Agalar C, Aydinuraz K et al. Gold and gold-palladium coated polypropylene grafts in a S. epidermidis wound infection model. J Surg Res 2006; 131: 73-79.
Araujo JC, Téran FC, Oliveira RA et al. Comparison of hexamethyldisilazane and critical point drying treatments for SEM analysis of anaerobic biofilms and granular sludge. J Electron Microsc (Tokyo) 2003; 52: 429-433.
Kwiecińska-Piróg J, Bogiel T, Gospodarek E. Porównanie dwiema metodami tworzenia biofilmu przez pałeczki Proteus mirabilis na powierzchni różnych biomateriałów. Med. Dosw Mikrobiol 2011; 63:131-138.
Dickson JS, Koohmaraie M. Cell surface charge characteristics and their relationship to bacterial attachment to meat surfaces. Appl Environ Microbiol 1989; 55: 832-836.
van Loosdrecht MC, Lyklema J, Norde W et al. The role of bacterial cell wall hydrophobicity in adhesion. Appl Environ Microbiol 1987; 53: 1893-1897.
Aydinuraz K, Ağalar C, Ağalar F et al. In vitro S. epidermidis and S. aureus adherence to composite and lightweight polypropylene grafts. J Surg Res 2009; 157: e79-86.
Hogt AH, Dankert J, de Vries JA et al. Adhesion of coagulase-negative staphylococci to biomaterials. J Gen Microbiol 1983; 129: 2959-2968.
Gungor B., Esen Ş., Gök A. et al. Comparison of the adherence of E. coli and S. aureus to ten different prosthetic mesh grafts: in vitro experimental study. Indian J Surg 2010; 72: 226-231.
Harrell A.G., Novitsky Y.W., Kercher K.W et al. In vitro infectability of prosthetic mesh by methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Hernia 2006; 10: 120-124.
Bellón JM, G-Honduvilla N, Jurado F et al. In vitro interaction of bacteria with polypropylene/ePTFE prostheses. Biomaterials 2001; 22: 2021-2024.
Mamy L, Letouzey V, Lavigne JP et al. Correlation between shrinkage and infection of implanted synthetic meshes using an animal model of mesh infection. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct 2011: 22: 47-52.
Pobrania
Opublikowane
Jak cytować
Numer
Dział
Statystyki
Liczba wyświetleń i pobrań: 269
Liczba cytowań: 0